|
1 zestawy (10 fiolek)
| Ilość: | |
|---|---|
▎ nad glutationem Badania
Tło molekularne
Glutation (GSH), znany również jako L-γ-glutamylo-L-cysteinyloglicyna, jest tripeptydem składającym się z glutaminianu, cysteiny i glicyny. W przeciwieństwie do konwencjonalnego wiązania α-peptydowego, reszta glutaminianu jest połączona z cysteiną poprzez jej grupę γ-karboksylową. Cząsteczka zawiera cysteinylotiol (-SH), który jest główną grupą aktywną redoks w jej strukturze. PubChem wymienia zredukowany glutation pod numerem CID 124886, o wzorze cząsteczkowym C10H17N3O6S i masie cząsteczkowej 307,33 g/mol.[6]
Postęp badań
Zeng Jiayu i współpracownicy opracowali ukierunkowaną na mitochondria sondę fluorescencyjną (MTTP), zdolną do rozróżnienia cysteiny i glutationu (GSH) na podstawie dwóch różnych sygnałów emisji. Sondę wykorzystano do monitorowania zmian w mitochondrialnej cysteinie i GSH podczas ferroptozy i jej hamowania. W modelu pozbawienia/reoksygenacji tlenu i glukozy (OGD/R) z wykorzystaniem komórek H9C2 autorzy zastosowali MTTP do wizualizacji zmian w tych tiolach w warunkach eksperymentalnych związanych z uszkodzeniem niedokrwiennym/reperfuzyjnym mięśnia sercowego.[1]
Ryc. 1. Graficzny mechanizm monitorowania ferroptozy w urazie MI/R wywołanym OGD/R poprzez MTTP [1].
Jiao Liu i in. zbadali rolę GSH w kuproptozie, stosując linie komórkowe gruczolakoraka przewodowego trzustki (PDAC) i modele nowotworów u myszy. Autorzy podali, że w warunkach eksperymentalnych GSH chelatował miedź poprzez grupę tiolową i zmniejszał mitochondrialny stres proteotoksyczny związany z miedzią. Ich eksperymenty mechanistyczne wykazały, że ES-Cu zwiększa stabilność białka NFE2L2 i zwiększa ekspresję genów związanych z syntezą GSH, podczas gdy SLC25A39 bierze udział w transporcie GSH do mitochondriów. Genetyczne hamowanie szlaku NFE2L2-GSH-SLC25A39 zwiększało odpowiedzi związane z kuproptozą w badanych modelach komórkowych i mysich.[2]
Ryc.2. Zwiększona stabilność i aktywność białka NFE2L2 podczas kuproptozy [2].
(A, B) Analizy Western blot i qPCR ekspresji NFE2L2 w komórkach PDAC w ekstraktach całych komórek po traktowaniu ES-Cu (100 nM, 1:1) przez 6–24 godziny (n = 3 biologicznie niezależne próbki, * P <0, 05 w porównaniu z kontrolą, test ANOVA). (C) Test CHX pościgowy kinetyki degradacji białka NFE2L2 w komórkach PANC1 po traktowaniu CHX (50 µg/ml) w nieobecności lub w obecności 100 nM ES-Cu lub 2 µM MG132 przez 15–60 min (n = 3 biologicznie niezależne próbki, * P < 0, 05 w porównaniu z grupą CHX, test ANOVA). Jako kontrolę ładowania zastosowano ACTB. (D) Test aktywności transkrypcyjnej NFE2L2 komórek PDAC po traktowaniu ES-Cu (100 nM) przez 6–24 godziny (n = 3 biologicznie niezależne próbki, * P <0, 05 w porównaniu z kontrolą, test ANOVA). (E) Analiza obrazu lokalizacji NFE2L2 w komórkach PANC1 po traktowaniu ES-Cu przez 24 godziny. Pasek = 15 μm.
Gurung i in. zbadali metabolizm glutationu w kwasicy argininobursztynowej (ASA), stosując ukierunkowaną metabolomię u osób z niedoborem ASL i na modelach mysich. Autorzy opisali wyczerpanie się glutationu wraz ze zmienionym wykorzystaniem cysteiny w górnym biegu i zmianami w szlakach antyoksydacyjnych. W przedklinicznych badaniach na myszach, ludzki mRNA ASL zamknięty w lipidach i nanocząsteczkach poprawiał aktywność ASL, ureagenezę i mierzone punkty końcowe metabolizmu glutationu. Interwencją ocenianą w tym badaniu była terapia mRNA ASL, a nie podawanie egzogennego glutationu.[3]
Wang i in. przygotowali nanokryształy palladu metodą syntezy mikrofalowej i opracowali kolorymetryczną metodę oznaczania GSH opartą na nanoenzymach. W teście wykorzystano interakcję pomiędzy grupą tiolową GSH i nanokryształami palladu w celu zmiany katalitycznej reakcji barwnej. Autorzy podali liniowe zakresy detekcji 3-40 µM i 55-110 µM, z granicą wykrywalności 0,14 µM. Metodę oceniano także w próbkach surowicy, a wartości odzysku podano w oryginalnym badaniu.[4]
Chena i in. opracowali dwumodalną sondę (RG) fluorescencyjną/rezonansu magnetycznego opartą na rodaminie-Gd(III) do wykrywania GSH. W obecności GSH sonda generowała skoordynowane zmiany sygnału fluorescencji i rezonansu magnetycznego. Autorzy podali czas odpowiedzi wynoszący około 5 ms i granicę wykrywalności 2,47 µM, a następnie zastosowali sondę do dwumodalnego obrazowania GSH w modelu mysim.[5]
Ryc.3. Strategia projektowania sondy RG do detekcji GSH.
Ograniczenia badawcze
Badania podsumowane powyżej dotyczą różnych zagadnień badawczych, w tym wykrywania fluorescencji, mechanizmów śmierci komórek, dziedzicznych chorób metabolicznych, ilościowej analizy kolorymetrycznej i opracowania sond obrazowych. W większości tych badań mierzono endogenny GSH lub stosowano GSH jako cel analityczny, zamiast oceniać dostarczany z zewnątrz materiał glutationowy. Wyniki uzyskane w komórkach H9C2, modelach PDAC, osobnikach z niedoborem ASL lub myszach, analitycznych próbkach surowicy i modelach obrazowania nie są zatem bezpośrednio zamienne.[1-5].
Zredukowany glutation to jednostka chemiczna zidentyfikowana w PubChem jako CID 124886.[6] Wyniki eksperymentów zawarte w cytowanej literaturze nie potwierdzają tożsamości, czystości, bezpieczeństwa ani wyników klinicznych oddzielnie dostarczonego materiału badawczego. Interpretacja powinna pozostać powiązana z dokładnym modelem, metodą analityczną i materiałem opisanym w każdym źródle.
COCER Peptides przedstawia Glutation wyłącznie do badań laboratoryjnych i zastosowań analitycznych. Nie jest przeznaczony do stosowania u ludzi ani weterynarii. Badania opisane powyżej stanowią podsumowanie ustaleń zgłoszonych w publikacjach stron trzecich i nie stanowią oświadczenia dotyczącego skuteczności klinicznej, bezpieczeństwa, diagnozy, leczenia, profilaktyki ani instrukcji użytkowania.
